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Test auf Chromosomenaberrationen in vitro

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Der Zweck des In-vitro-Chromosomenaberrationstests (CA) besteht darin, Agenzien zu identifizieren, die strukturelle Chromosomenaberrationen (Klastogenese)2)3)4) verursachen, die durch eine Vielzahl von Mechanismen hervorgerufen werden. Viele dieser Veränderungen sind für die Zelle während der ersten paar Zellzyklen nach ihrer Induktion tödlich, werden aber als Indikatoren für das Vorhandensein nicht tödlicher Veränderungen wie reziproker Translokationen, Inversionen und kleiner Deletionen verwendet. Diese subtileren Veränderungen können sowohl in Keimzellen als auch in somatischen Zellen wichtige Folgen haben. So sind Chromosomenmutationen und damit zusammenhängende Ereignisse die Ursache vieler menschlicher Erbkrankheiten, und es gibt zahlreiche Hinweise darauf, dass diese Veränderungen beim Menschen und in experimentellen Systemen an Krebs beteiligt sind.

Der Test wird in Übereinstimmung mit der OECD-Richtlinie für die Prüfung von Chemikalien, Abschnitt 4, Nr. 473 bei Eurofins BioPharma Product Testing Munich GmbH 1) durchgeführt und ist Teil der Testbatterie für Chemikalien, Kosmetika, Arzneimittel oder Medizinprodukte.

Ein weiterer Test zum Nachweis der Klastogenität ist der Mikronukleus-Assay.

 

Experimentelle Leistung

Protokoll

Zelllinien

V79-Zellen des chinesischen Hamsters oder

stimulierte kultivierte menschliche Lymphozyten aus peripherem Blut

Endpunkt

Nachweis der Klastogenität durch mikroskopische Auswertung von Metaphasezellen

Bestimmung der Zelllebensfähigkeit durch relative Zunahme der Zellzahl (V79-Zellen) oder des Mitoseindex (menschliche Lymphozyten)

Konzentrationen

Mindestens 3 Prüfgegenstandskonzentrationen in zweifacher Ausführung

Höchstkonzentrationen:

- Chemikalien: 2 mg/mL, 2 µL/mL oder 10 mM, je nachdem, welche Konzentration die niedrigste ist (5 mg/mL für nicht definierte Bestandteile/ UVCB)

- Medizinprodukt: 100% Extrakt

- Pharmazeutika: 0,5 mg/mL oder 1 mM, je nachdem, welcher Wert niedriger ist

Belichtungszeit

Versuch I: Kurzzeit-Inkubation für 4 Stunden

Versuch II: Langzeitinkubation für 21 h (V79-Zellen) oder 24 h (menschliche Lymphozyten)

Aktivierung des Stoffwechsels

5% Rattenleberhomogenat S9

Qualitätskontrollen

Negativkontrolle: Zellkulturmedium

Positivkontrollen: Ethylmethansulfonat, Cyclophosphamid

Fahrzeuge mit Testchemikalien

Zellkulturmedium, 1% Dimethylsulfoxid, 10% physiologische Kochsalzlösung, 0,5% Tetrahydrofuran, 0,5% Ethanol

Datenerfassung

Mikroskopische Bewertung von Chromosomenaberrationen in 300 Metaphase-Zellen pro Konzentration

Bestimmung der Zelllebensfähigkeit durch relative Zunahme der Zellzahl (V79-Zellen) oder des Mitoseindex, statistische Auswertung

 


Testverfahren (menschliche Lymphozyten)

Der Test gilt als akzeptabel, wenn alle drei Versuchsbedingungen durchgeführt werden: Kurzzeitbehandlung ohne und mit Stoffwechselaktivierung und Langzeitbehandlung ohne Stoffwechselaktivierung im Falle negativer Ergebnisse.

 

 

Erstes Experiment (Kurzzeit-Inkubation) und

Zweites Experiment (Langzeit-Inkubation)

1. Tag: Vorbereitungstag

Blutentnahme von einem einzigen Spender und Aussaat der Zellen. Kulturen von Lymphozyten aus peripherem Blut werden durch Zugabe eines Mitogens (z. B. Phytohämagglutinin: PHA) zum Kulturmedium zur Teilung angeregt.

3. Tag: Prüfling Inkubation

Die Behandlungen sollten etwa 48 Stunden nach Beginn der Kultur beginnen, wenn sich die Zellen aktiv vermehren.

Das Kulturmedium wird durch ein 25%iges serumhaltiges Medium ersetzt, das verschiedene Konzentrationen des Prüfgegenstands und der S9-Mischung (nur mit Stoffwechselaktivierung) enthält.

Beginn der Behandlung
Inkubation für 4 h bei Kurzzeitbehandlung und 24 h bei Langzeitbehandlung. Zusätzliche Negativ- und/oder Lösungsmittel- und Positivkontrollen werden auf die gleiche Weise behandelt.

Zytotoxizität und Ausfällung werden nach der Behandlungsdauer der Kulturen bestimmt.

4. Tag: Vorbereitung der Kulturen

Die erste Zellprobe sollte nach etwa 24 Stunden entnommen werden (das 1 - 1,5fache der normalen Zellzykluszeit).

5. Tag: Färbung der Zellen mit Giemsa

Nach der Vorbereitung werden die Zellen auf die Objektträger verteilt. Die luftgetrockneten Objektträger werden mit Giemsa-Lösung angefärbt und anschließend mikroskopisch untersucht.

6. Tag: Beginn der Analyse der Metaphase-Zellen

Chromosomenaberrationen:

Alle strukturellen Chromosomenaberrationen wie Brüche, Fragmente, Deletionen, Austausche und Chromosomenzerfall werden erfasst. Lücken werden ebenfalls erfasst, aber nicht in die Berechnung der Aberrationsraten einbezogen.

Relativer Mitoseindex:

Die Zytotoxizität wird anhand des Mitoseindex (% Zellen in Mitose, durch Zählung der Anzahl mitotischer Zellen in 1000 Zellen) bewertet, und die Werte werden mit Negativ-/Lösungsmittelkontrollen verglichen.

Proliferationsindex:

Der Zellzyklus der aktuellen Lymphozytenkulturen wird mit einer BrdU-Markierungstechnik überwacht.

1. Tag: Vorbereitungstag

Blutentnahme von einem einzigen Spender und Aussaat der Zellen. Kulturen von Lymphozyten aus peripherem Blut werden durch Zugabe eines Mitogens (z. B. Phytohämagglutinin: PHA) zum Kulturmedium zur Teilung angeregt.

 

 

Historische Laborkontrolldaten der Negativkontrolle (menschliche Lymphozyten)

 

Negativkontrolle Anzahl der abweichenden Zellen

kurzfristig

langfristig

-S9

+S9

-S9

mean [%]

2.0

1.9

1.6

SD [%]

0.89

1.04

0.98

RSD [%]

43.6

55.7

60.1

min [%]

0.0

0.0

0.0

max [%]

3.3

4.0

4.2

n

33

40

26

LCL

0.26

-0.21

-0.33

UCL

3.84

3.94

3.60

 

NC: Negativkontrolle (Zellkulturmedium) max.: maximale Anzahl an abweichenden Zellen
mean: mittlere Anzahl abweichender Zellen n: Anzahl der Tests
SD: Standardabweichung LCL: Untere Kontrollgrenze (95%, Mittelwert-2SD)
RSD: relative Standard Deviation UCL: Obere Kontrollgrenze (95%, Mittelwert+2SD)
min.: minimale Anzahl an abweichenden Zellen    

 

Auswertung der Ergebnisse

Eine Prüfchemikalie gilt als eindeutig positiv, wenn unter allen untersuchten Versuchsbedingungen

  • mindestens eine der Prüfkonzentrationen einen statistisch signifikanten Anstieg im Vergleich zur gleichzeitigen Negativkontrolle aufweist,
  • der Anstieg dosisabhängig ist, wenn er mit einem geeigneten Trendtest ausgewertet wird,
  • eines der Ergebnisse außerhalb der 95%-Kontrollgrenzen der historischen Negativkontrolldaten liegt.

 

Es wird dann davon ausgegangen, dass die Prüfchemikalie in der Lage ist, in diesem Testsystem Chromosomenaberrationen in kultivierten Säugetier- oder menschlichen Lymphozytenzellen aus peripherem Blut zu induzieren.

Eine Prüfchemikalie gilt als eindeutig positiv, wenn sie unter allen untersuchten Versuchsbedingungen

  • mindestens eine der Testkonzentrationen einen statistisch signifikanten Anstieg im Vergleich zur gleichzeitigen Negativkontrolle aufweist,
  • der Anstieg ist dosisabhängig, wenn er mit einem geeigneten Trendtest bewertet wird,
  • eines der Ergebnisse außerhalb der 95 %-Kontrollgrenzen der historischen Negativkontrolldaten liegt.

Die Prüfchemikalie gilt dann als in der Lage, in diesem Testsystem Chromosomenaberrationen in kultivierten Säugetier- oder menschlichen Lymphozytenzellen aus peripherem Blut zu induzieren.

 

Bedeutung

Der Chromosomenaberrationstest ist Teil einer Testbatterie zur Prüfung der Genotoxizität, zusammen mit dem Reverse Mutation Assay, dem Mouse Lymphoma Assay/HPRT-Test, dem Mikronukleustest oder dem in vivo Comet Assay.

Referenzen

  1. Ninth Addendum to OECD Guidelines for Testing of Chemicals, Section 4, No. 473, "In vitro Mammalian Chromosome Aberration Test", adopted 29 July, 2016
  2. Kirkland, D. (1998). Chromosome aberration testing in genetic toxicology- past, present and future. Mutation Research,: 404 (1998), 173-185
  3. Galloway, S.M., Aardema, M.J., Ishidate, M. Jr., Ivett, J.L., Kirkland, D.J., Morita, T., Mosesso, P. and Sofuni, T. (1994). Report from Working Group on in Vitro Tests for Chromosomal Aberrations. Mutat. Res. 312, 241-261
  4. Galloway, S., Lorge, E., Aaardema, M.J., Eastmond, D., Fellows, M., Heflich, R., Kirkland, D., Levy, D.D., Lynch, A.M., Marzin, D., morita, T., Schuler, M., Speit, G. (2011). Workshop summary: Top concentration for in vitro mammalian cell genotoxicity assays; and report from working group on toxicity measures and top concentration for in vitro cytogenetics assays (chromosome aberrations and micronucleus). Mutat. res.: 723 (2), 77-83